Интернет-журнал "Домашняя лаборатория", 2007 №9

Стерильные контейнеры с субстратом могут быть инокулированы двумя способами. Вы можете вырезать кусочки мицелия из агаровой культуры с помощью стерильного скальпеля и бросить их в контейнеры (Если вы изберете этот метод, то сперва встряхните банку или пакет, чтобы субстрат пересыпался на одну сторону. Таким образом вы можете поместить кусочек мицелия вглубь субстрата, но он при этом окажется у стенки контейнера и за ним можно будет наблюдать). Или вы можете перетрясти контейнер после добавления мицелия. Я предпочитаю не перетряхивать контейнер — это часто заканчивается тем, что кусочки агара прилипают к стенке в месте над субстратом. Это место не защищено перекисью, а стряхнуть агар посредством дальнейшего встряхивания банки затруднительно. К тому же, перетряхивание субстрата с перекисью не дает очевидных преимуществ. Небольшие фрагменты мицелия, которые отделяются при перетряхивании, вероятно, слишком малы для того, чтобы эффективно адаптироваться и продолжить свой рост в присутствии перекиси, концентрация которого при использовании в посевном субстрате достаточно велика. Поэтому я бросаю кусочки агара (для медленно растущих штаммов — по три кусочка) вглубь субстрата и закрываю контейнер. В случае с опилочным субстратом для Н. erinaceus я дополнительно уплотняю субстрат, постукивая банкой о стол, чтобы субстрат охватил кусочки агара, потому что этот вид, похоже, предпочитает субстрат плотной, утрясенной консистенции.

Заметьте, что для инокуляции субстрата с перекисью следует использовать только адаптированный к перекиси мицелий, т. е. мицелий, выращенный на перекисесодержащем агаре. В противном случае, не адаптированный мицелий может погибнуть, или же для начала его роста потребуется слишком много времени, т. к. мицелий столкнется с перекисью в относительно высокой концентрации, которая обусловлена предлагаемой рецептурой для посевного субстрата. Вместе с тем, основной субстрат с перекисью содержит последнюю в гораздо меньшей концентрации и поэтому может быть безопасно инокулирован посевным мицелием, не адаптированным к перекиси.

Первоначально я помещал банки после инокуляции в свежие пластиковые пакеты, завязывая их на узел (я делал это немедленно после протирания банок спиртом). Я использовал пластиковые пакеты для того, чтобы обеспечить неподвижность окружающего банки воздуха и уберечь банки от приблудившихся грибных комариков (пакеты можно использовать повторно, если они не загрязнены). Позже я стал помещать банки на инкубацию без пакетов и это не оказало на конечный результат никакого отрицательного влияния.

В заключение я удостоверяюсь, что банки закрыты должным образом и оставляю их на несколько дней, пока мицелий не начнет осваивать окружающее пространство. Разлагающаяся перекись обеспечивает мицелий кислородом, поддерживая его рост на этом этапе, а уровень углекислого газа в это время еще не слишком высок. Когда ореол мицелия достигает сантиметра в поперечнике, я перетряхиваю субстрат. Через несколько дней в субстрате появляется множество новых точек роста (не затягивайте слишком с перетряхиванием субстрата, т. к. вместе с ростом ореола мицелия вокруг кусочка агара, количество перекиси, защищающего субстрат, постоянно уменьшается). Раньше я ослаблял крышку на банке после перетряхивания, чтобы обеспечить некоторый газообмен, но сейчас я считаю, что в этом нет необходимости. Картонный диск, очевидно, обеспечивает газообмен в достаточной степени, даже если крышка плотно закрыта.

Посевной мицелий готов к использованию, если он не очень плотно, но полностью освоил всю массу субстрата. Я обычно жду, когда мицелий начнет расти над поверхностью субстрата (на полсантиметра или более) и только после этого использую содержимое банки для инокуляции.

Если вы используете не банки, а пакеты с субстратом, порядок действий остается в основном тем же. Вам не нужно беспокоиться о попадании контаминантов в охлажденные пакеты, так как любые микроорганизмы, попавшие внутрь, будут уничтожены перекисью.

Что я думаю об использовании перекиси для приготовления жидких культур? Я не рассматривал такую возможность по двум причинам. Во-первых, любой метод инокуляции жидкой среды подразумевает перемешивание прививочного материала (или, в некоторых других способах, разламывание мицелия), что высвобождает в процессе инокуляции заметное количество перекисеразрушающих ферментов, попадающих в среду. Во-вторых, даже если предположить, что с первой проблемой можно справиться, я предвижу быстрое снижение концентрации перекиси в жидкой среде, потому что в ней будет циркулировать нетронутый грибной материал, содержащий внутри себя перекисеразрушающие ферменты. На твердых субстратах мицелий осваивает ограниченный участок, а концентрация перекиси на нетронутой среде остается на желаемом уровне. Уменьшение количества перекиси может быть восполнено ее регулярным добавлением, но это может потребовать методики измерения концентрации перекиси в очень разбавленных растворах.

Колонизация основного субстрата